Catégorie : Understanding Science / Comprendre la science

Les objets de tous les jours utilisés en science

Le par julienforsciencedans Understanding Science / Comprendre la scienceLaisser un commentaire

L’article d’aujourd’hui est un peu différent. L’idée m’est venue alors que je travaillais dans mon labo, j’ai réalisé qu’on utilisait beaucoup d’objets de la vie de tous les jours. Seulement, on les utilise pour un rôle très différent de celui pour lequel il a été conçu. Donc aujourd’hui, je vais présenter 5 exemples d’objets que l’on utilise en science.

Le pinceau, une cuillère assez originale

Beaucoup de labos utilisent une technique appelée immunohistochimie (IHC), qui nous permet d’observer des tissues avec un microscope, ainsi que de marquer certaines protéines à l’aide d’anticorps. Pour cette techniques, les tissus sont très finement coupés, si bien qu’ils se cassent très facilement. Du coup, pour les déplacer, on utilise un pinceau. Grâce à sa souplesse, on peut bouger le tissue sans jamais le casser.

Le bas de nylon, qui permet de tenir les tissus en place

Cet exemple est plus spécifique, car peu de labos l’utilisent. Il existe une technique appelée électrophysiologie, qui permet d’enregistrer les courants électriques trouvés dans les tissus du cerveaux. Pour cela, le cerveau doit être vivant pendant toute l’expérience, donc il est submergé dans un liquide qui le maintient en vie, appelé le liquide cérébrospinal artificiel. Du coup, puisque le tissu est dans un liquide, il est susceptible de bouger. Pour empêcher cela, on crée une barrière faite de fils de bas de nylon. Ces fils sont très fins, mais très résistants, si bien qu’ils tiendront le tissu en place sans casser.

Le lait en poudre, agent de blocage

Le lait est trouvé dans presque tous les labos de science. Beaucoup de techniques utilisent des anticorps pour marquer des protéines. Malheureusement, il arrive que les anticorps ne s’attachent pas à la protéine désirée, mais à un site non spécifique. Pour empêcher cela, nous allons utiliser des protéines pour bloquer ces sites. Ces protéines vont aller sur ces sites, empêchant les anticorps d’y aller. La caséine est une protéine dans le lait capable de faire ça.

Le papier aluminium, parasol des tissus

Quand on utilise des anticorps, ceux-ci sont généralement accompagnés de marqueur fluorescents, ce qui nous permet de les voir sous le microscope. Cependant, ces marqueurs sont très sensibles à la lumière. En effet, s’ils sont exposés à la lumière pour trop longtemps, les photons vont endommager le marqueur, et il ne sera plus fluorescent. C’est un procédé appelé photoblanchiment. Pour empêcher ça, on met tous nos anticorps dans le noir. Mais quand on veut déplacer nos anticorps, on utilise du papier aluminium, car il ne laisse pas passer la lumière [source].

Le vernis à ongles, une colle un peu spéciale

Encore une fois, le vernis est utilisé pour la technique IHC. Dans cette expérience, les tissus sont placés sur une lamelle de verre, puis recouvert d’une autre lamelle de verre. À la place de colle, on utilise du vernis à ongle pour attacher les deux pièces de verres. C’est principalement parce que c’est plus facile d’appliquer du vernis que de la colle sur ces lamelles. De plus, le vernis ne va pas avoir d’effet sur la fluorescence des anticorps, et s’il est transparent, on pourra toujours voir le tissu sous le microscope.

il existe beaucoup plus d’objets comme ceux-ci qu’on utilise dans les labos. Du micro-ondes aux filtres à café, un laboratoire est composé d’objets que beaucoup connaissent. Ça montre également à quel point la science peut être accessible.

Everyday Objects in Science

Le par julienforsciencedans Understanding Science / Comprendre la scienceLaisser un commentaire

Today’s article will be a bit different. The idea came to me as I was working in my own lab, and I realized that we use a lot of everyday objects in labs, but not for the reason they were invented. So today, I will give you five example of everyday objects that scientists use for their experiments.

Paintbrush: the unusual transport system

In a lot of labs, we perform an experiment called immunohistochemistry (IHC), which allows to see tissues under the microscope, and use antibodies to label specific proteins. For this experiment, the tissues are so thin that they will break very easily. That’s why, instead of a spoon or any other utensil, we use a paintbrush to move the tissues around. Since it is very soft, it won’t break the tissue. Further, a paintbrush is somewhat bendy, which allows for easy scoop up of tissues.

Nylon Stockings: how to keep the tissues in place

This one might be specific to only a few labs, as it is useful for a technique called electrophysiology. This technique allows us to record the electric currents in brain tissues. To keep these tissues alive, we keep them in an artificial liquid, called artificial cerebrospinal fluid. Since it is in a liquid, it has the tendency to move around a lot. To prevent this, we create a special tissue holder, made up of threads from a stocking. These thread are thin but strong, thus they won’t break but will keep the tissue in place.

Powdered Milk: the blocking agent

Milk is a staple element in most biochemical labs. Many experiments use antibodies to label proteins, but unfortunately they have the potential to bind to another protein that is not the one you want to label. This is called unspecific binding. To prevent this, we need to block our tissue. We use proteins that will bind to any unspecific binding sites, thus blocking them. The antibodies can then be placed on the tissue with no worries. Milk contains a protein called casein which can do just that [source].

Aluminum Foil: the tissue’s umbrella

When we use antibodies, oftentimes they are coupled with a fluorescent tag, which allows us to see the antibody, and the protein it binds to, under a microscope. However, these fluorescent tags are very sensitive to light. If exposed for too long, it will not be able to fluoresce anymore, because the photons in the light damage the tag. This is called photobleaching. To prevent this, we put our antibodies in the dark. However, when we want to move the antibodies around, we use aluminum foil. Aluminum foil does not let light pass through and thus protect any antibodies from photobleaching [source].

Nail polish: an unlikely glue

Again, this is used in IHC experiments. In these experiments, the tissues are mounted on a glass slides, and covered with another glass coverslip to prevent movement. However, instead of glue, we use nail polish to glue both glass pieces together. we use it mainly because we can apply it more easily than glue, and we know that it will not interfere with the fluorescence. Further, if clear nail polish is used, we will be able to see through it under the microscope.

There are many other everyday objects that scientists use. From microwaves to coffee filters, a lab is surprisingly made up of things everyone knows. This shows how sometimes science is more accessible than we think it is.

Comprendre la science: les modèles in vitro

Le par julienforsciencedans Understanding Science / Comprendre la scienceLaisser un commentaire

Aujourd’hui nous continuons sur le sujet des modèles. La dernière fois, nous avons vu les organismes modèles et leurs avantages. Ces modèles sont très durs à utiliser, notamment grâce au code éthique qui leur est associé. Du coup, les scientifiques ont trouvés d’autres modèles qui n’utilisent pas d’animaux. Ces modèles sont nommés in vitro (que l’on peut traduire modèle en verre). Le principe d’un modèle in vitro est simple: on isole le composant d’intérêt, et on l’étudie loin de sa source. Dans cet article, nous allons voir différents modèles in vitro ainsi que leurs avantages.

La réaction en chaine par polymérase, ou comment obtenir de l’ADN « à l’infini »

La réaction en chaîne par polymérase (aussi appelée PCR) est une expérience phare de tous les laboratoires scientifiques. Cette technique a été inventée par Dr. Kary Mullis (ce qui lui a valu un prix Nobel), et elle permet de répliquer l’ADN. Le principe est le même que celui utilisé dans le corps. Dans une cellule, les protéines appelées hélicases vont séparer l’ADN pour permettre à une autre protéine appelée polymérase de s’attacher à l’ADN et de le répliquer. Cette méthode utilise beaucoup d’énergie et est très dure à reproduire en dehors du corps. Le PCR utilise une autre méthode plus simple pour séparer l’ADN: la température. Quand l’ADN est chauffé, il se sépare de lui-même, ce qui permet à la polymérase de le répliquer sans l’aide des hélicases. Ainsi, pendant un PCR, l’ADN va être chauffé à plusieurs reprise, ce qui permet aux polymérases de répliquer l’ADN. Le nouvel ADN va ensuite être chauffé de nouveau, et les polymérases vont une fois de plus le répliquer. Pendant une réaction PCR, on reçoit exponentiellement plus d’ADN qu’on avait au départ.

Cette technique peut être utiliser dans plusieurs domaine. Dans le domaine médicale, on peut simplement prendre la salive d’un patient, et répliquer son ADN par PCR. Ainsi on obtient une grande quantité d’ADN, ce qui nous permet de l’étudier autant qu’on veut sans avoir a prendre un échantillon du patient à chaque fois. Mais c’est surtout utilisé pour préserver de l’ADN limité. Par exemple, grâce au PCR, on a pu prendre de l’ADN trouvé dans des fossiles, qui étaient en très faible quantité, et le répliquer au point d’en avoir assez pour faire pleins d’études dessus. En cas de crime, le PCR est également très utile. Chaque cheveu ou matériel organique peut être répliquer pour ensuite être étudier et trouver les empreintes génétiques nous permettant d’arrêter le coupable. Le PCR nous a permis de conserver de l’ADN qui aurait été perdu [source / source / source].

La purification des protéines, ou comment étudier des protéines sans interférence

Nous sommes également capables d’isoler des protéines, seulement à la place de les répliquer, nous pouvons les étudier d’elles-mêmes. Le corps possèdent tellement de protéines qu’il est souvent difficile de savoir le rôle d’une seule. En séparant les protéines, nous pouvons voir ce que fait une protéine sans interférence. Nous avons déjà parlé de certaines expériences qui permettent de purifier des protéines, comme le blot Western ou la cytométrie en flux, mais je voulais parler de la plus connue: la centrifugation. La centrifugation permet de séparer des particules grâce à leur densité et à la vitesse de rotation. Chaque molécule affectée par la vitesse va s’accumuler au fond du tube. Dans le cas de nos protéines, la centrifugation nous permet de séparer les protéines du reste de la cellule: Les composants de la cellules vont s’accumuler au fond, et les protéines resteront au milieu. Ainsi, la centriufgation st un moyen grossier de séparer les protéines du reste du corps [source / source].

La culture cellulaire, ou comment utiliser les cellules comme on le veut

Le modèle in vitro le plus utilisé est probablement la culture cellulaire. Comme son nom l’indique, nous prenons des cellules d’un organisme, et on les développe dans une une boîte de Pétri. Les cultures cellulaires sont intéressantes pour plusieurs raisons. D’abord, elles peuvent être immortelles. Grâce à un procédé appelé transformation, on force les cellules à exprimer des gênes qui rallonge leur vie au point de ne plus mourir. De plus, on peut conserver une culture cellulaire très longtemps, simplement en la gelant. Ensuite, on peut performer des expériences plus « douloureuses », vu qu’elles ne sont plus dans l’organismes. Cela permet de faire des expériences que l’on ne peut pas faire in vivo. On peut également utiliser des cellules humaines, ce qui nous permet de mieux comprendre comment le corps humain fonctionne sans passer par des animaux. Enfin, les scientifiques ont développé une technique appelée cellule souche pluripotente induite (CSPi) qui nous permet de transformer n’importe quelle cellule en cellule souche, qui a la particularité de pouvoir devenir n’importe quelle cellule. Ainsi, en utilisant une cellule de la peau, on peut créer des cellules souches, qui deviendront ensuite neurones avec le même matériel génétique. Du coup, on peut étudier les neurones de patients sans avoir à en recueillir [source / source / source / source].

Les modèles in vitro ont plusieurs avantages. D’abord, on peut utiliser des tissus humains, et on peut également faire des expériences plus dangereuses sans risque. Malheureusement, les modèles in vitro on également leurs désavantages. D’abord, même les modèles in vitro sont dépendant d’échantillons biologiques. Tous les examples que j’ai donné ont besoin d’un échantillon initial provenant d’un animal. Cela implique que même ces modèles ont besoin d’un code éthique. Cela limite notamment qui a accès aux échantillons, et quelles expériences peuvent être faites dessus. Enfin, le principe même du modèle in vitro est son plus grand défaut: l’isolation. Le corps humain est si interconnecté que chacune de ses actions est influencée par la totalité du corps. En isolant une certaine partie, on perd cette interconnection, si bien que les résultats seront différents. En général, les résultats trouvés en utilisant un modèle in vitro ne seront pas les mêmes que si on utilisait un modèle in vivo. C’est pour cela que le modèle in vivo reste le modèle phare en science.

Understanding Science: In Vitro models

Le par julienforsciencedans Understanding Science / Comprendre la scienceLaisser un commentaire

Today’s article is a continuation of the last one. We first looked into the model organisms, or in vivo models, and their advantages. However, it is very hard to use in vivo models, due to the strict ethic codes associated with them. Therefore scientists developed ways to perform experiments without the use of animal models. These models are called in vitro models (that can be translated in model in glass). The principle of an in vitro model is simple: isolate the component of interest, and study it away from its source. This article will present different in vitro models and their advantages over in vivo models.

Polymerase chain reaction: a way to get « infinite » DNA

The first example is a staple of any scientific lab. Polymerase chain reaction (PCR for short) is a technique invented by Dr. Kary Mullis (who got the Nobel Prize for this finding), and it allows to artificially replicate DNA. The technique works very similarly to our own cells. In our body, we have proteins called helicase which separates the DNA to allow another protein called polymerase to bind the DNA and replicate it. This is however very energy intensive and hard to replicate in vitro. PCR uses an easier way to separate DNA: temperature. Under high heat, the DNA will separate by itself and allow the polymerase to bind. Therefore, when performing PCR, we add the DNA we want to replicate, and polymerases. The DNA will undergo many heat cycles, allowing it to separate, and the polymerase will then replicate the DNA. With another cycle, the newly replicated DNA can be separated, and more DNA will be formed. Hence, we get exponentially more DNA than what we had in the first place.

This technique has many applications. In the medical field for example, simply taking the DNA of a patient from the saliva can allow us to replicate the DNA indefinitely and study it to know which genes are mutated for instance. But more interestingly, we can replicate DNA which we have limited access to in order to study it indefinitely. That’s how we know the genetics of some dinosaurs. The limited DNA preserved in fossils was replicated using PCR, and then studied more extensively without the risk of losing the DNA forever. Finally, hair strands or any other organic materials found in crime scenes can be used in PCR to study the genetic fingerprints and find the culprits. PCR is an amazing technique that helped us preserve DNA we would have lost, and because so much DNA is produced, we can use it indefinitely for many studies [source / source / source].

Protein purification: isolating a protein to study it by itself

Similarly to DNA, we can also isolate proteins. However, unlike PCR, we will not replicate it indefinitely. Instead, we will separate it from everything else to study its structure, or see what its effects are. Since there are so many proteins that are doing a lot of things at the same time. It is hard to determine what a single protein is responsible for, That’s why isolating it makes it easier to study. There are many ways to separate proteins, some of which I previously explained, such as Western blots or flow cytometry. I wanted to mention a last one, and maybe the most famous, centrifugation. Centrifugation allows to separate particles depending on both density and speed. When a sample is centrifuged, any molecule that is affected by the speed will aggregate at the bottom of the tube, while the other will stay suspended. In the cases of proteins, it is often used to separate all the proteins from any other components of the cells. In short, centrifugation is a crude way of separating different components within a sample [source / source].

Cell culture: getting cells to do what you want

Cell cultures are probably the most common in vitro models. As the name suggest, we are taking cells from a organisms, and culture them in Petri dishes. One advantage of cell cultures is that they can become immortal. using a process called transformation, we make the cells express genes that prolong their lifespan to the point that they will never die. Further, we can keep cell cultures forever by simply freezing them, preventing any unwanted reactions since cold proteins will not activate. Cell cultures have a lot of advantages. First, we can perform invasive or « painful » experiments on them, since it is outside of the organisms and thus no pain will be felt. We can also culture human cells, allowing us to understand some diseases better than if we were to use animal models. Lastly, simply from skin cells, we are able to make any cell we want. This procedure is called induced pluripotent stem cells (or IPSC), and it allows us to revert any cell into a stem cell. A stem cell has the capacity to become any cell, therefore we can transform the skin cells of a patient into neurons to better study them without having invasive surgery [source / source / source / source].

Here we have seen three example of in vitro models and how useful they can be. In many instances, they have advantages over in vivo models. First we can study human tissues, but we can perform more painful or dangerous experiment without any risk. However, in vitro models have their flaws. The first one is that they still depend on biological sample. Every example that I have given still requires an initial sample from a patient or an animal. This implies that we still need ethical conducts towards in vitro models, notably how and how long we are going to use the sample, and who will have access to it. Lastly, the core principle of in vitro models is isolation, and it is its biggest flaw. The human body is so interconnected that all of its parts influence each other tremendously. When we isolate something from the body, it will not react the same way. This is why many times results found in vitro will never happen in vivo. This means that many in vitro experiments have to be repeated in vivo in order to be sure that the results we see is actually happening in the body.

Comprendre la science: les organismes modèle

Le par julienforsciencedans Understanding Science / Comprendre la scienceLaisser un commentaire

Aujourd’hui nous allons encore une fois tenter de mieux comprendre la science en général, cette fois en étudiant les organismes modèle. Un organisme modèle est un organisme vivant qu’on utilise dans nos études. Ce sujet est connu pour être controversé, donc j’espère qu’avec cet article je peux montrer à quel point les études sur organisme vivant, aussi appelé études in vivo, sont essentielles, et à quel point elles ont fait avancer la science. La semaine prochaine, nous verrons les modèles qui n’utilisent pas les animaux, appelées les études in vitro.

Avant de commencer, on a besoin de répondre à une question: pourquoi utilise-t-on encore des animaux de nos jours? La réponse est assez simple, c’est qu’on a pas encore vraiment le choix. Il est vrai que la science a découvert énormément de nouveaux modèles, comme on le verra la semaine prochaine, mais aucun de ces nouveaux modèles ne peut donner tout ce qu’un animal peut. Un exemple est l’étude de médicament. Disons qu’un labo a découvert un médicament potentiel pour les maladies cardiaques. Après des années d’études sans animaux, le labo confirme que le médicament fonctionne in vitro. Mais on ne peut pas conclure qu’il marche aussi in vivo. Et si ce médicament augmentait les risques du cancer? Puisque la plupart des modèles in vitro ont une durée de vie assez courte, on ne peut pas le savoir tant qu’on n’a pas testé le médicament in vivo. Par contre, il est interdit d’injecter des médicaments dans les animaux si aucune étude in vitro n’a été faite avant. Nous verrons plus tard le code éthique pour les études animales, mais une des notions fondamentales est le confort de l’animal. L’animal ne peut pas souffrir inutilement, donc injecter un médicament sans savoir vraiment ce qu’il fait est non seulement illégale, mais punissable. Nous utilisons aussi les animaux pour étudier les maladies. Nous n’avons pas encore de bons modèles in vitro qui nous permettent d’étudier les maladies. Mais grâce à ses animaux, nous avons pu découvrir des centaines de médicaments et sauver des vies. Pour mieux comprendre l’utilisation animale, je vais donner quelques exemples de modèles in vivo et comment on les utilise [source / source / source / source].

Les levures et les mouches: les pionniers de la génétique

On commence par un modèle assez peu connu: la levure, principalement celle nommée Saccaromyces cervisiae. Cette espèce nous a permis de comprendre comment les gènes et la génétique dans son ensemble fonctionnent. Comme c’est un petit organisme, son génome (c’est-à-dire l’intégralité de ses gène) a été compris très vite. Du coup, on a pu observé comment les gènes interagissent entre eux, et la conséquence sur la transcription et la traduction. De plus, les levures se reproduisent très vite, ce qui nous permet d’étudier les conséquences de la génétique sur plusieurs générations. Pour les mêmes raisons, on utilise également la mouche, particulièrement la drosophile nommée Drosophila melanogaster. Les mouches ont les mêmes avantages que la levure, à savoir la rapidité de reproduction, leur léger coût, et la compréhension de leur génome, mais on y ajoute un bonus: les mouches ont une anatomie distincte. Alors que les levures ne sont que des blobs de cellules, les différentes parties anatomiques d’une mouche sont très facile à reconnaître. Cela nous permet de comprendre la relation entre la génétique et le développement, par exemple connaître quel gène est responsable de la production des jambes ou quel gène change la couleur des yeux. Malheureusement, ces deux modèles ont également leurs désavantages, le principal étant que leur génome est très différent du nôtre. Bien que quelques gènes sont identiques entre humains et levure ou mouche, il est difficile de relier les observations faites dans ces organismes aux humains. De plus, ces organismes ont peu de comportements distincts, ce qui nous empêche d’étudier les interactions entre les gènes et les comportements [source / source / source].

Les grenouilles aident à mieux comprendre les protéines et les cellules

Il existe une espèce de grenouille qui possède des outils essentiels à l’étude des cellules. La Xenopus laevis est une grenouille africaine qui produit des oeufs, ou oocytes, très particuliers. En effet, une grenouille produit un très grand nombre d’oeufs, et dans ceux-ci, chaque cellule a un rôle pré-determiné. Cela veut dire que nous savons exactement ce que chaque cellule va faire pour devenir un têtard. Cette particularité est essentielle pour étudier le développement. Par exemple, si on sait qu’une cellule produit des neurones, on peut savoir ce qu’il se passe si on la déplace légèrement, et à quoi le têtard va ressembler. De plus, les oocytes sont très résistants: il résiste aux injections et aux manipulations, ce qui le rend facilement modifiable. Par exemple, on peut y injecter un gène et voir son rôle sur le comportement de la cellule. Enfin, les oocytes peut être cultivés pour devenir des modèles in vitro. La plus grande utilisation des oocytes est également dans l’étude des protéines. On peut injecter plusieurs protéines et voir comment elles interagissent entre elles pour mieux les comprendre [source / source].

Les mammifères nous permettent de comprendre les maladies et les comportements complexes

Les mammifères font partie des organismes modèles les plus utilisés, et avec raison. Ils ont des comportements complexes, ainsi que des pensées complexes qui se comparent à celles des humains. Il y a beaucoup de mammifères qui sont utilisés, mais les plus communs sont les souris, les rats et les primates. Simplement les observer sans manipulation nous permet de comprendre les comportements sociaux complexes et les comparer aux humains. Mais on peut également étudier les changements de comportements et de physiologie en cas de maladie. C’est par leur similarité avec les humains qu’ils deviennent des modèles importants. Les rats et les souris sont similaires, mais leurs petites différences peuvent influencer nos recherches: les rats sont plus gros, ce qui les rends plus facile à manipuler. De plus, ils sont génétiquement plus proches des humains que les souris. Mais ils ont un gros désavantage: il est difficile de les manipuler génétiquement. À l’inverse, les souris sont très facile à manipuler. Cela nous a permit d’avoir des modèles de souris pour plusieurs maladies, ce qui nous permet de mieux comprendre la maladie dans un contexte vivant. Les primates quant à eux sont intéressant pour étudier les comportements de groupe. Ils sont également les modèles les plus proches de nous, et peuvent nous donner des informations essentielles sur la cognition, la mémoire, et les comportements plus complexes. Mais c’est extrêmement difficile de travailler avec les primates, et il est presque impossible de les manipuler génétiquement, bien que très récemment un groupe en Chine a réussi à modifier des singes [source / source / source / source].

Le code éthique pour la protection des animaux: les 3R

Au Canada, travailler avec des animaux est non seulement difficile mais aussi extrêmement régulé. Le Conseil Canadien de Protection des Animaux (CCPA) a établi plusieurs règles à suivre quand des labos utilisent des animaux, et les fondamentales sont appelées les 3R. D’abord, la règle du Remplacement nous force à prouver que nous avons besoin des animaux dans notre étude. Si un modèle in vitro est capable de montrer ce que nous voulons prouver, nous n’aurons pas accès à un animal pour notre étude. Ensuite, la règle de la Réduction force l’optimisation de l’utilisation des animaux. Chaque labo doit déterminer combien d’animaux il aura besoin par an. Ce nombre doit être le plus petit possible, et ne doit pas être dépassé. Enfin, la règle du Raffinement renforce l’idée du confort de l’animal avant tout. Aucun animal ne doit souffrir ou être stressé inutilement. Toute cause de stress ou de douleur doit être prouvée comme étant importante pour l’étude, autrement elle est interdite. De plus, le confort de l’animal doit être assuré quand il n’est pas utilisé dans l’étude. Par exemple les souris sont mises en groupe et pas seule pour empêcher le stress (à moins que l’étude demande à ce que les souris soient séparées). De la même manière, les primates ont des temps de jeu, d’exercice physique, et d’activités sociales tous les jours. Si vous êtes intéressés le site du CCPA expliquent en plus grand détail ces règles, ainsi que toutes les autres régulations obligatoires [source / source / source / source].

J’espère que cet article montre à quel point les organismes modèles sont importants pour la science. Je comprends que ce sujet met mal à l’aise, il est important de comprendre que non seulement nous traitons les animaux le mieux qu’on peut, mais aussi que nous n’avons pas vraiment le choix d’utiliser ces animaux pour l’instant. Les organismes modèles restent les meilleurs modèles que nous ayons pour aider la société.

Understanding Science: model organisms

Le par julienforsciencedans Understanding Science / Comprendre la scienceLaisser un commentaire

Our article today will again aim to understand how we do science. This time, we will study what is named model organisms. These are simply living organisms we use to achieve our studies. Now I know this topic is highly controversial. Therefore, I hope that this article helps to show how essential studies in living organisms, also called in vivo studies, and how much they’ve contributed to overall science. Next week, we will study models that does not involve animal, or in vitro studies, and their differences.

The first question to answer is why are we doing in vivo studies? The simple answer is because we still don’t have any other choice. While science has advanced tremendously, and as we will see next week we have a lot of choice when it comes to study model, none will provide what an animal can. The most obvious reason is drug testing. Let’s say a lab has found a potential drug to treat heart disease. After years of studies without any animal, the lab can confidently say that it works in vitro. However, that does not mean that it will in vivo. Most in vitro models do not have a very long lifespan. What if this drug increases the chances of cancer? The best way of knowing this is testing it on an animal, and see potential side effects. Now, it is illegal to try any medication on animal if no previous intensive studies have been made. We will see later the ethics of animal studies, but one of the staples is animal comfort, thus injecting drugs with no idea of what they may do is not only illegal but also punishable by law. In conclusion, we use animals in this setting to make sure that the drug is safe in humans. But we also use animals to study diseases. None of our in vitro models will be as accurate as in vivo model of diseases. Thanks to these animal, we found countless medications and saved many lives in the process. Now we will go through examples of in vivo models and their uses throughout science [source / source / source / source].

Yeasts and Fruit flies: staples of genetic studies

We start with rather unusual yet essential model organisms: the yeast, specifically the one called Saccharomyces cervisiae. This species was essential to understand how genes and genetic overall works. As a small organisms, its genome (meaning the entirety of their genes) was mapped and understood very quickly. This in turn helped us understand how genes interact with each other, and how their transcription and translation works. Furthermore, yeasts reproduce extremely fast, which allows us to study genetics and development over multiple generations faster than any other organisms. The same can be said fruit flies, specifically Drosophila melanogaster. Fruit flies have the same advantages as yeasts, being fast breeder, cheap, and easy to genetically map, with the added bonus of being anatomically diverse. While the yeast only looks like a blob of cells, flies have distinct features. This is essential because they allow us to understand the relationship between genetic and development. For instance, we can know which gene allows the production of legs, and which one causes eye color. However, both of these organisms also have disadvantages. The main one being that they are genetically quite different from humans. Although we found genes in yeast and flies that were similar or identical in humans, many discoveries are hard to relate to humans. Furthermore, these organisms lack quantifiable behaviours, making it hard for us to link genetics and behaviours [source / source / source].

Frogs: understanding proteins and cells.

Still unusual, a specific type of frog offers unique tools to study the behaviours of cells and proteins. The Xenopus laevis is an African frog that has very interesting eggs, or oocytes. Indeed, one frog makes a huge amount of eggs, with an interesting particularity: each cell in it has a pre-determined role. It means that we know exactly what each cell will do to become a tadpole. This is extremely interesting to study development and cell behaviour. We can know, for instance, how the morphology of a tadpole will change if we slightly move a cell in the oocyte. The usefulness of these oocytes is enhanced by the sturdiness of these cells. Xenopus oocytes can withstand a lot, from injection to rough manipulation, and still yield a viable tadpole. It allows us to inject genes or protein and see what they do to the cell behaviour or the development. Lastly, eggs and be cultured and used for in vitro studies later. But what’s interesting with oocytes is that they allow us to inject several proteins and see how they interact with each other. This allows us to better understand protein behaviour as well [source / source].

Mammals: understanding diseases and complex behaviours

Mammals are amongst the most used animal models in science, and for a good reason. They have complex behaviours and thinking processes, easily comparable to humans. We use many different mammals, but the most common ones are mice, rats, and primates. Studying them as is is an invaluable tool to understand behaviour and relate it to humans. But more interestingly, we can study behaviours and physiology in context of diseases. While similar, there are big differences between rats and mice which will influence your research. Rats are bigger, easier to manipulate, and closer to humans in terms of genetics and behaviours. But they have a big disadvantage: it is hard to genetically manipulate them. Mice on the other hands are very easily manipulated genetically. This allows us to have mice models for many diseases, and we can study the disease and see its effect on our cells. Primates are great to study group behaviours. As they are closest to us, they can tell a lot on how cognition, memory, and complex behaviours work. However it is extremely hard to work with primate, and it’s almost impossible to genetically modify them, although very recently it was done [source / source / source / source].

The ethics of animal care: the 3Rs

Working with animals in Canada is not only difficult but also very regulated, and rightfully so. The Canadian Council on Animal Care (CCAC) set up many rules to follow when scientists use animals, and the basis is known as the 3Rs. First, Replacement forces us to prove why we need animal. Animal studies are last resort, and unless you prove that no in vitro model can do what you want, you will be denied animals. Second, Reduction forces us to optimize animal use. You have to determine how many animals you need per year, and not only does it have to be the smallest number possible, to have more animals than requested is very hard. Lastly, Refinement forces us to place animal comfort above all. No animal should suffer or be stressed for useless reason. Any amount of pain or stress has to be proven useful for the experiment, and animal comfort is ensured while the animal is not used. For example, mice are not kept separately but rather in group (unless the experiment asks for single housing). Similarly, primates have mandatory physical, social, and play time every day. For any more specifics on animal care, the CCAC website is very thorough [source / source / source / source].

In conclusion, I hope that I managed to show how important animal models are for science. I understand how uncomfortable the topic is, but it is important for the public to understand that not only we are treating animals the best we can, but that we have no other choice, as right now they constitute the best model we have to help human society.

Comprendre la science: les anticorps

Le par julienforsciencedans Understanding Science / Comprendre la scienceLaisser un commentaire

Cet article marque le début d’une série sur les expériences en science. La plupart du temps, les médias ne montrent pas comment les chercheurs obtiennent les résultats ou les découvertes. Je trouve que comprendre les expériences en science aident à mieux comprendre la science en général, mais cela aide également à développer un esprit critique quand on lit de la vulgarisation scientifique. Aujourd’hui nous allons nous concentrer sur l’utilisation des anticorps dans les labos. Les anticorps sont essentiels pour l’étude des protéines. Nous verrons d’abord comment nous visualisons les protéines avec l’immunohistochimie, ensuite nous verrons comment nous quantifions les protéines avec le Western blot, et enfin nous parlerons de comment nous identifions les cellules avec la cytométrie en flux.

Avant toute chose, nous devons répondre à la question: pourquoi utiliser les anticorps? Comme on l’a vu dans notre série sur le système immunitaire, les anticorps sont capables de se lier à un antigène pendant une attaque immunitaire. Un antigène n’est qu’une partie de protéine pathogénique, du coup les chercheurs ont développé une façon de créer des anticorps spécifique à une protéine d’interêt. De nos jours, nous pouvons obtenir des anticorps spécifiques à n’importe quelle protéine connue. Un autre avantage des anticorps est leur spécificité. En principe, les anticorps ne peuvent s’attacher qu’à la protéine qu’ils reconnaissent et rien d’autre. Ce n’est pas totalement vrai; les macrophages peuvent s’attacher aux anticorps par exemple. Mais nous some capable d’empêcher toutes les liaisons non voulues [source].

Immunohistochimie: Comment voir les protéines

L’immunohistochimie (IHC) est une technique utilisée par la plupart des labos. Pour mieux la comprendre, je vais l’expliquer dans le contexte d’une expérience. Disons que je veux savoir dans quelle partie du cerveau la protéine adrénaline est exprimée le plus. Pour ce faire, je vais prendre un cerveau de souris et le couper en fine lamelle. Ensuite, je vais le bloquer, ce qui veut dire empêcher les interactions non voulue que l’anticorps peut avoir. Ensuite, je vais ajouter mon anticorps contre l’adrénaline. Pour visualiser la protéine, j’ai besoin d’un autre anticorps, mais celui-ci sera spécifique au premier anticorps. Du coup, notre tissus a deux anticorps: l’anticorps primaire spécifique à l’adrénaline, et l’anticorps secondaire spécifique à l’anticorps primaire. L’anticorps secondaire est modifié pour qu’il contienne un marqueur fluorescent, ce qui va nous permettre de voir la protéine. Maintenant que notre expérience est terminée, nous pouvons aller observer notre tissu sous un microscope et voir les protéines (sous la formes de points colorés) [source].

L’IHC offre beaucoup d’avantages, et le principal est la localisation. Dans notre expérience par exemple, je vais pouvoir savoir dans quelle partie exacte du cerveau l’adrénaline est exprimée le plus, et quelle partie en a le moins. De plus, l’IHC est une expérience assez simple et peu chère. De plus, il est possible de quantifier les protéines après un IHC, mais ce n’est pas la meilleure façon de faire. L’IHC a aussi une utilisation clinique. Par exemple, on peut prendre des tissus de patients et déterminer l’avancement du cancer. L’IHC a aussi ses limites. D’abord, nous ne pouvons utiliser qu’un nombre limité d’anticorps, environ 4, ce qui limite le nombre de protéines qu’on peut visualiser en une fois. De plus, le tissu qu’on utilise est mort, du coup nous perdons les mouvements des protéines. Enfin, l’expérience est sensible à la lumière, à cause du marqueur fluorescent. Du coup, si on expose nos tissus à la lumière pour trop longtemps, nous perdrons l’expérience complètement [source / source].

Les Western blots: comment quantifier les protéines

Les western blots sont des expériences phares dans les labos. Encore une fois, nous expliquerons cette technique à travers une expérience. Je veux savoir si stresser un animal va augmenter la production d’adrénaline. Pour cela, je vais prendre une souris et la stresser, puis prendre un peu de ses tissus. Comme groupe témoin, je vais utiliser les tissus d’une souris qui n’a pas été stressée. Je vais ensuite décomposer les tissus pour qu’il n’en reste que les protéines, pour ensuite les séparer par taille. Pour ce faire, je vais faire une électrophorèse par gel. Nous allons créer une membrane spéciale dans laquelle nous mettons nos tissus. Ensuite, nous injectons un courant électrique dans la membrane. Les protéines ont toutes une charge négative et du coup, comme un aimant, elles sont attirées par les charges positives. Du coup nos protéines vont descendre dans la membrane vers le positif. Cependant, notre membrane rend le mouvement très difficile pour les protéines plus lourdes. Du coup notre membrane contient toutes les protéines du tissu, avec les protéines plus légères vers le bas, et les plus lourdes vers le haut. Nous transférons ensuite nos protéines sur une autre membrane plus facile à manipuler et à conserver, encore une fois à l’aide d’un courant électrique. Ensuite nous allons bloquer la membrane comme pour un IHC, et ajouter notre anticorps primaire spécifique à l’adrénaline. Notre anticorps secondaire est différent d’un IHC, car au lieu d’un marqueur fluorescent, il contient une autre protéine appelée peroxydase de raifort (HRP). Cette protéine, quand elle est mise en contact avec une autre protéine appelée substrat d’HRP, nous permet de visualiser notre protéine d’intérêt sous la forme d’une bande noire. Pour ce faire, nous allons mettre le substrat sur la membrane, et y mettre un film spécial. Le film est ensuite exposé dans une machine pour y voir les protéines [source / source].

L’avantage du Western blot est la possibilité de quantifier les protéines. Plus la bande noire est épaisse, plus il y a de protéine. Dans notre expérience, la souris stressée montrera une bande plus épaisse que la souris non-stressée. Les Western blots sont également très sensibles: ils peuvent détecter une infime quantité de protéine, ce qui nous permet d’étudier des protéines plus rares. Malheureusement, les Western blots ont aussi leurs désavantages, le principal étant leur difficulté. Comme vous avez pu le deviner en lisant le protocole, c’est une expérience très dure à faire, et elle est également très longue. Personnellement, cela me prend deux à trois jours pour finir un Western. C’est aussi une expérience assez chère. Un autre problème est la difficulté à analyser l’expérience.Les Western ont tendance à montrer des résultats incorrects, la plupart du temps à cause d’une erreur pendant la préparation. Malheureusement, il est impossible de savoir si quelque chose s’est mal passé avant la fin de l’expérience [source / source].

Cytométrie en flux: comment identifier les cellules

La cytométrie en flux n’est pas utilisée dans la plupart des labos. C’est une technique essentielle dans les labos d’immunologie, et dans beaucoup d’hôpitaux également. La cytométrie en flux a beaucoup d’utilisations, mais la plus intéressante est l’identification des cellules. Étudions cette technique avec une autre expérience: Je veux savoir si les cellules du système immunitaires sont capables de produire de l’adrénaline. Et si oui, quelle cellules en sont capables. Pour ce faire, je vais prendre le sang d’une souris, et le traiter pour qu’il ne reste que les cellules. Ensuite je vais bloquer mon échantillon et ajouter mes anticorps primaires. Pour cette expérience, j’utiliserais des anticorps primaires spécifiques à l’adrénaline, au CD4, au CD8, et au récepteur de la cellule B. Ensuite, j’ajoute mes anticorps secondaires avec marqueur fluorescent. chaque anticorps primaire est associé à un seul anticorps secondaire, et chaque anticorps secondaire a un marqueur fluorescent différent. Ensuite, nous allons analyser notre échantillon dans une machine appelée un cytomètre. Cette machine analyse les cellules une à la fois, et à l’aide de laser va identifier quels anticorps sont attachés aux cellules [source].

Analyser une expérience de cytométrie en flux est difficile. Pour notre expérience, je vais séparer mes cellules en trois groupes: les cellules avec l’anticorps CD4 sont identifiées comme des lymphocytes T CD4, les cellules avec l’anticorps CD8 sont des lymphocytes T CD8, et les cellules avec l’anticorps récepteur de cellule B sont des lymphocytes B. Ensuite, dans chaque groupe, je vais pouvoir voir si ils ont également l’anticorps adrénaline, et combien de cellules l’exprime. Enfin, le cytomètre me permet de reprendre mon échantillon pour l’étudier encore, mais si je le veux, je peux ne prendre que les cellules qui ont les anticorps pour CD4 et adrénaline, et pas les autres. Comme vous pouvez le voir , la cytométrie en flux permet de faire plein de choses: identifier des cellules, voir quelles cellules expriment quelles protéines, séparer notre échantillon pour qu’il ne contienne que des cellules spécifiques, etc… La cytométrie en flux a d’autres avantages: certains cytomètre permettent d’utiliser plus de 10 anticorps, ce qui permet d’étudier plusieurs protéines en même temps. De plus, puisque le cytomètre analyse les cellules une à la fois, c’est extrêmement spécifique. Mais comme toute expérience, elle a aussi ses limites. D’abord, l’expérience est très difficile, et le cytomètre est une machine extrêmement dure à utiliser. De plus, cette expérience est très chère. nos échantillon perdent leur intégrité, et contrairement à l’IHC, on perd la localisation des protéines [source / source].

Understanding Science: The Antibodies

Le par julienforsciencedans Understanding Science / Comprendre la scienceLaisser un commentaire

Today is the start of a series about scientific experiments. Oftentimes in the public media, scientific discoveries are presented without explaining how scientists got those results. Understanding how experiments work is a great way to understand science in general, and also be able to spot problems or misunderstandings spread by the lay media. Today, I will focus on the use of antibodies in labs. Antibodies are essential for any lab that studies proteins. We will talk about protein visualization through the use of immunohistochemistry, protein quantification via Western blots, and finally, we will see cell identification with flow cytometry.

Before going into the experiments, one question must be answered: why antibodies? As we saw in our series on the immune system, the antibodies are able to bing a specific antigen during an immune attack. An antigen is simply a specific spot on a pathogenic protein. So scientists thought of making antibodies to be specific to a protein of interest, and nowadays, we can get antibodies for virtually any protein in any animal that we want. Another advantage of antibodies is their specificity. Theoretically, they will only bind to the protein they recognize and nothing else. While this is technically not true, as macrophage can bind antibodies for example, any other binding can be prevented during the experiment so that they will only bind the protein of interest [source].

Immunohistochemistry: how scientist see the proteins

Immunohistochemistry (IHC) is a technique that most lab will use. I will explain it through a mock experiment. I want to know where the protein adrenaline is expressed the most in a mouse brain. To do so, I will slice the brain in thin slices, and block them. Blocking is the technique that prevents any non-wanted interaction with your antibody. Then I will put my antibody against adrenaline. Now, to visualize the protein, we need a secondary antibody that is specific to the first one. Thus we have a brain slice with our primary antibody binding adrenaline, and our secondary antibody binding the primary one. Our secondary antibody was modified so that it has a fluorescent tag on it. It’s this tag that will allow us to see the protein. And now the experiment is done, we can go to the fluorescent microscope. On there, we will be able to see the proteins (in the form of coloured dots) [source].

There are many advantages to IHC, and the main one is localization. for example, in our adrenaline experiment, I will be able to see in which specific parts of the brain there is more adrenaline, and which have less. Next, it is a very easy and relatively cheap experiment. Further, we can also quantify how much protein there is by counting the dots, although this is not the best way to quantify proteins. However, the quantification can be region-specific, which is good for some proteins. IHC can also be used in more clinical applications. For example, taking tissue samples of patients, we can use IHC to determine the cancer stage for example. However, IHC also has some limitations. First, we can only use a limited number of antibodies, so we can visualize only about 4 proteins in one tissue. Further, the tissue is dead, thus we lose the protein movements. Lastly, the experiment is very sensitive to light (due to the fluorescent tag). If exposed to light for too long, then the tag will not work anymore and the experiment will be lost [source / source].

Western Blots: how scientists count proteins

Western blots are also a staple in scientific labs. I will explain it through this experiment: I want to know if stressing a mouse will increase the production of adrenaline. To do so, I will stress one mouse, and then take its tissues. I will take the tissues of another mouse that has not been stressed as a control. I will take the tissues and break them down so that we only have the proteins. Now I will separate the proteins based on size. To do so, we will perform a gel electrophoresis. We will create a special membrane in which we will put our samples. Then we will run an electric current through the membrane. Proteins are negatively charged and like a magnet, they are attracted to positive charge. This will allow the proteins to travel down the membrane. However, our membrane makes it harder for heavy proteins to travel. Thus in the end, our membrane will have all of our proteins, with the lighter ones at the bottom of the membrane and the heavier ones at the top. Next, we have to transfer our proteins on another membrane that is easier to work with and that we can keep for a longer time. This is also done with electricity. We will then block the membrane (similar to a IHC), and add the primary antibody against adrenaline, and our secondary antibody. This time however, our secondary does not have a fluorescent tag, instead it has another protein called horseradish peroxidase (HRP). This protein, when in contact with another protein called HRP substrate, will allow us to visualize our protein of interest as a black band. To do so, the substrate will be applied on the membrane, and then a film will be placed on the membrane. The film will then be exposed in a special machine so that the bands will be visible [source / source].

The biggest advantage of Western blotting is the ability to quantify. Basically, the bigger the black band, the more proteins we have. In our adrenaline experiment, the stressed mouse will have a bigger band than the non-stressed mouse. Western blots are also extremely sensitive: they can detect a very small amount of protein, which allows us to study rarer proteins more easily. However, Western blots also come with their disadvantages. The main one is its difficulty. As you may have guessed after reading the protocol, this experiment is very hard to do, and a lot of things can go wrong. It is also a very long experiment (it usually takes me two to three days to finish a blot), and it’s quite expensive as well. Another problem is the difficulty of analyzing the results. Western blots are prone to show wrong or misleading results, either because the experiment was not performed well, or because the primary antibody was not as specific as we thought. Unfortunately, there is no way of knowing what went wrong until the very end of the experiment, making this experiment very demanding [source / source].

Flow Cytometry: how scientist can identify cells

Flow cytometry is a rarer experiment. It is mostly used in immunological labs but other disciplines can also use it. It also has a big use in hospitals. Flow cytometry has many uses, but the most interesting one is to identify cells. Let’s go through it with another experiment: I want to know if immune cells are able to produce adrenaline, and if they are, which one of them are able to do so. For this, I will take a mouse and take some of their blood. I will treat the blood so that only the cells are in the sample. Then I will block it and add my primary antibodies. Here I will add antibodies for adrenaline, CD4, CD8, and B cell receptor. Then I add my secondary antibodies with my fluorescent tag. Each primary antibody has its own secondary antibody, and each secondary antibody has a different fluorescent tag. Then I can go to a machine called a cytometer. This machine will analyze the cells one by one and shine lasers on them to identify which antibody they have. We can then see which cell expresses which antibody [source].

Analyzing a flow cytometry experiment is hard. In our mock experiment, I will separate my cells into three groups: the cells that have the CD4 antibody will be CD4 T lymphocytes, the cells that have the CD8 antibody will be CD8 T lymphocytes, and the cells with the B cell receptor antibody will be B cells. Then, within each group, I can see if they express the adrenaline antibody, and how many cells within each group express it. Finally, the cytometer can allow me to take my sample back for further analysis, but if I want to, I can take only the cells that express both CD4 and adrenaline antibody, and discard the rest. As you can see, many things can be done with flow cytometry: we can identify cells, see which proteins express a specific cell, sort our cell so that our sample only contain specific cells, etc… Flow cytometry has other advantages: with the right cytometer, you can have more than 10 different antibodies, allowing you to have very specific subset of cells. Since the cytometer analyzes the cells one at a time, it is extremely specific. However, just like any experiment, there are some flaws. The biggest one is the difficulty: the experiment is very hard to perform, and the cytometer is extremely hard to use. It is also an extremely expensive experiment. Another problem is that we lose the integrity of the tissue, thus unlike IHC, we lose some of the localization [source / source].